Estabelecimento de culturas assépticas de Aspidosperma polyneuron.

Luciana Lopes Fortes Ribas, Flávio Zanette, Luiz Kulchetscki, Miguel Pedro Guerra

Resumo


O presente trabalho objetivou estabelecer um protocolo para obtenção de culturas assépticas de Aspidosperma polyneuron visando à regeneração in vitro de mudas dessa espécie. Brotações apicais de mudas de dois anos de idade foram coletadas em casa de vegetação e desinfestadas com hipoclorito de sódio (NaOCl) ou cloreto de mercúrio (HgCl2) visando ao estabelecimento de culturas assépticas. Os tratamentos testados com NaOCl foram: solução 0,125 ou 0,25%, durante cinco ou dez minutos e com HgCl2: 0,025; 0,05 ou 0,1%, durante cinco ou dez minutos e em todas as estações do ano. As avaliações das percentagens de necrose, contaminação fúngica, contaminação bacteriana e de sobrevivência foram feitas após três semanas. Os resultados revelaram que o tratamento com solução de NaOCl a 0,25%, durante 10 minutos, resultou em 70% de sobrevivência para brotações apicais, independente da época do ano (verão e outono). O HgCl2 foi mais eficiente que o NaOCl na desinfestação de brotações apicais de peroba-rosa, sendo recomendado o tratamento de 0,05% de HgCl2, durante 10 minutos (84,10% de sobrevivência). Em todas as estações do ano, foram estabelecidas culturas assépticas, contudo, os melhores resultados foram obtidos na primavera e verão.


Palavras-chave


peroba-rosa; micropropagação; explante juvenil; desinfestação

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Referências


BENNETT, L. K.; DAVIES JR., F. T. In Vitro propagation of Quercus shumardii seedlings. Hortscience, Alexandria, v. 21, n. 4, p. 1045-1047, 1986.

BONGA, J. M. Clonal propagation of mature trees: problems and possible solutions. In: BONGA, J. M.; DURZAN, D. J. Cell and tissue culture in forestry. Netherlands: Martinus Nijhoff , 1987. p. 249-271.

CASSELLS, A. C. Problems in tissue culture. In: DEBERGH, P. C.; ZIMMERMAN, R. H. Micropropagation. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 1991. p. 31-43.

CARVALHO, P. E. R. Espécies florestais brasileiras: recomendações silviculturais, potencialidades e uso da madeira. Colombo: EMBRAPA-CNPF, 1994.

CHALUPA, V. Micropropagation of Hornbeam (Carpinus betulus L.) and Ash. (Fraxinus excelsior L.). Biol. Plant., Prague, v. 32, n. 5, p. 332-338, 1990.

GEORGE, E. F. Plant propagation by tissue culture: the technology. Great Britain: Exegetics Limited, 1993. v. 1.

HATSCHBACH, G. G.; ZILLER, S. R. Lista vermelha de plantas ameaçadas de extinção no Estado de Paraná. Curitiba: SEMA/GTZ, 1995. 139p.

HUTCHINSON, J. F. Factors affecting shoot proliferation and root initation in organ cultures of the apple “Northern Spy”. Sci. Hortic., Amsterdam, v. 22, p. 189-194, 1984.

LLOYD, G.; McCOWN, B. Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia by use of shoot-tip culture. Comb. Proc. Intl. Plant. Prop. Soc., v. 30, p. 421-427, 1980.

MACKAY, W. A.; TIPTON, J. L.; THOMPSON, G.A. Micropropagation of Mexican redbud, Cercis canadensis var. mexicana. Plant Cell Tissue Organ Cult., Dordrecht, v. 43, p. 295-299, 1995.

MEIER, K.; REUTHER, G. Factors controlling micropropagation of mature Fagus sylvatica. Plant Cell Tissue Organ Cult., Dordrecht, v. 39, p. 231-238, 1994.

MONTARROYOS, A. V. V. Contaminação in vitro. AbctpNotícias, n. 36, p. 5-10, 2000.

NICCOL, R. J.; REGAN, P. A.; DE FILIPPIS, L. F. Simplified protocol for the micropropagation of selected Eucalyptus and Banksia species. Aust. For., Cannberra, v. 57, n. 4, p. 143-147, 1994.

NIELSEN, J. M.; BRANDT, K.; HANSEN, J. Long-term effects of thidiazuron are intermediate between benzyladenine, kinetin or isopentenyladenine in Miscanthus sinensis. Plant Cell Tissue Organ Cult., Dordrecht, v. 35, p. 173-179, 1993.

PATNAIK, J.; DEBATA, B. K. Micropropagation of Hemidesmus indicus (L.) R. Br. through axillary bud culture. Plant Cell Rep., Heidelberg, v. 15, p. 427-430, 1996.

PEREIRA, A. M. S.; MORO, J. R.; CERDEIRA, R. M. M.; FRANÇA, S. C. Effect of phytoregulators and physiological characteristics of the explants on micropropagation of Maytenus ilicifolia. Plant Cell Tissue Organ Cult., Dordrecht, v. 42, p. 295-297, 1995.

PUROHIT, S. D.; KUKDA, G.; SHARMA, P.; TAK, K. In vitro propagation of an adult tree Wrightia tomentosa through enhanced axillary branching. Plant Sci., Limerick, v. 103, p. 67-72, 1994.

QURAISHI, A .; KOCHE, V.; MISHRA, S. K. In vitro micropropagation from nodal segments of Cleistanthus collinus. Plant Cell Tissue Organ Cult., Dordrecht, v. 45, p. 87-91, 1996.

STEEL, R. G. D.; TORRIE, J. H. Principles and procedures of statistics. New York: McGraw-Hill, 1980. 633p.

VIEITEZ, A. V.; SAN-JOSE, M. C.; VIEITEZ, E. In vitro plantlet regeneration from juvenile and mature Quercus robur, L. J. Hortic. Sci., England, v. 60, n. 1, p. 99-106, 1985.




DOI: https://doi.org/10.5902/198050981729

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